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Praktische Richtlinien für die Probenahme oraler Flüssigkeiten

Was sind die häufigsten Fehler bei der Verwendung oraler Flüssigkeiten? Wie man diesem Diagnoseverfahren optimal nutzt.

Jüngste Pandemien (COVID-19 beim Menschen, Afrikanische Schweinepest bei Schweinen) haben gezeigt, dass die systematische Erhebung populationsbezogener Gesundheitsdaten erforderlich ist, um die Situation zu verstehen und koordiniert und auf effektive Weise darauf zu reagieren. Das Sammeln von Gesundheitsdaten von Schweinepopulationen war immer problematisch, da klinische Symptome sehr variabel und einzelne Tierproben/-tests teuer sind. Im Gegensatz dazu ist die Überwachung auf Grundlage oraler Flüssigkeiten einfach, präzise und kostengünstig.

Orale Flüssigkeiten werden von Einzeltieren oder einer Gruppe von Schweinen gesammelt, indem man in den jeweiligen Buchten ein Baumwollseil aufhängt, an dem man die Schweine beißen oder kauen lässt, so dass man anschließend die oralen Flüssigkeiten aus dem nassen Seil extrahieren kann. Es hat sich herausgestellt, dass in oralen Flüssigkeiten über 23 Krankheitserreger von Schweinen zu nachweisbaren Nukleinsäure- und/oder Antikörperkonzentrationen führen. Diese Krankheitserreger umfassen diejenigen, die uns vor die größten gesundheitlichen Probleme stellen (wie z. B. das Virus der Afrikanischen Schweinepest, das Virus der Klassischen Schweinepest, das Maul- und Klauenseuchevirus, Influenza-A-Virus, PCV-2, PED und PRRSV). In Nordamerika werden orale Flüssigkeiten häufig zur Überwachung von Schweinepopulationen verwendet. So analysierte das veterinärmedizinische Diagnoselabor der Iowa State University zwischen 2010 und 2019 beispielsweise ca. 1,4 Millionen Proben oraler Flüssigkeiten von Schweinen.

Aber eins nach dem anderen :

  1. Was ist oder sind Ihre langfristigen Gesundheitsziele? Wie wird Ihnen die Überwachung dabei helfen, Ihr bzw. Ihre Gesundheitsziele für den Betrieb zu erreichen?
  2. Verstehen Sie den Prozess der Entnahme oraler Flüssigkeiten. Es gibt viele Videos zur Probenahme oraler Flüssigkeiten, die online verfügbar sind.

Probenahme oraler Flüssigkeiten:

  1. Planen Sie voraus! Stellen Sie Vorräte (Seil, Schneidwerkzeuge, Proberöhrchen usw.) bereit. Gewährleisten Sie Biosicherheit, d. h. vermeiden Sie den Transport von Vorräten zwischen den einzelnen Ställen.
  2. Entnehmen Sie die Proben früh am Morgen. Schweine sind früh morgens aktiver. Führen Sie die Probenahme vor der Fütterung durch, falls es einen Futterplan gibt.
  3. Machen Sie sich tierpsychologische Kenntnisse zum Verhalten der Schweine zu Nutze! Lassen Sie den Schweinen, wenn sie zum ersten Mal Kontakt mit dem Seil haben, etwas mehr Zeit, den Vorgang zu erlernen (ca. 45 Minuten). Wenn die Schweine Angst vor dem hängenden Seil haben, legen Sie ca. 30 Minuten lang eine Seillänge (ein Meter mit Knoten an jedem Ende) auf dem Boden aus. Führen Sie die Schweine an die Stelle, die für die Probenahme ausgewählt wurde, sobald sie mit dem Seil auf dem Boden zu spielen beginnen, indem Sie das Seil langsam ziehen (ziehen Sie es auf dem Boden und die Schweine werden folgen). Hängen Sie dann ein neues Stück Seil (1 Seillänge) für sie zum Kauen auf. Beachten Sie, dass das Präparieren des Seils mit Lock- oder Geschmacksstoffen wenig Nutzen gezeigt hat.
  4. Von welchen Tieren sollen Proben entnommen werden? Saugferkel werden durch die Entnahme oraler Flüssigkeiten der gesamten Schweinefamilie (Sau und Ferkel) beprobt. Man kann individuelle oder buchtbezogene orale Flüssigkeiten von Schweinen im Alter von ≥ 21 Tagen, einschließlich der Sauen, die in Gruppenbuchten untergebracht sind, entnehmen. Orale Flüssigkeiten können von einzeln untergebrachten Ebern und Sauen entnommen werden, dies erfordert aber eine Schulung (s. #3) und ist in großen kommerziellen Betrieben in der Regel nicht praktikabel.
  5. Folgen Sie einem routinemäßigen Ablauf. Hängen Sie das Seil immer zur gleichen Tageszeit an der gleichen Stelle auf, um eine Routine zu etablieren. Schweine lernen den Ablauf schnell und wissen genau, was sie bei späteren Probenahmen tun sollen. Sobald ein Schema etabliert ist, kann die Probenahmezeit auf 20 Minuten verkürzt werden. Lassen Sie das Seil nicht längere Zeit (Stunden) in den Buchten hängen, da a) die Probe mit der Zeit verloren geht, wenn das Seil trocknet; b) Schweine stark sind und das Seil zerstören, wenn ihnen genügend Zeit dafür gegeben wird; c) sich Schweine mit dem Seil langweilen und es dann einfach ignorieren.
  6. Vermeiden Sie eine starke Kontamination der Probe. Hängen Sie das Seil so auf, dass sich das untere Ende auf Schulterhöhe der Schweine befindet, um zu vermeiden, dass es mit dem Stallboden in Kontakt kommt. Organisches Material beeinträchtigt die Leistung der Tests (RT-PCR oder ELISA) zwar nicht direkt, aber sauberere orale Flüssigkeiten sind im Labor leichter zu pipettieren und zu handhaben.
  7. Verwenden Sie für jede Probe einen sauberen Plastikbeutel und ein sauberes Röhrchen. Legen Sie zur Probenahme den nassen Teil des Seils in einen Plastikbeutel, extrahieren Sie die oralen Flüssigkeiten und legen Sie die Probe dann in einen (beschrifteten) Behälter. Entfernen Sie das Seil, nachdem Sie die Probe entnommen haben, damit das hängende Seil für die Schweine immer etwas Neues bleibt (auch Schweine langweilen sich!).
  8. Gehen Sie mit der Probe sorgsam um! Kühlen Sie sie unmittelbar nach der Entnahme (bei 4 °C), indem Sie sie auf Eis oder in ein Kühlfach legen. Nach Berechnungen auf Grundlage von Daten von Prickett et al. (2010) wird die Halbwertszeit von PRRSV-RNA in oraler Flüssigkeit bei 30 °C auf ca. 13 Stunden, bei 20 °C auf ca. 42 Stunden und bei < 10 °C auf ≥ 14 Tage geschätzt. Bei 30 °C wurden in oralen Flüssigkeiten nach ca. 72 Stunden keine PRRSV-Antikörper mehr nachgewiesen.

Abbildung 1: &nbsp;PRRSV-Nachweis mit fester r&auml;umlicher Probenahme.&nbsp; Wahrscheinlichkeit des Nachweises von &ge; 1 PRRSV-positiven Proben in Abh&auml;ngigkeit der Anzahl der pro Stall (2 oder 4) getesteten oralen Fl&uuml;ssigkeiten und der Anzahl der St&auml;lle pro Betrieb (1 oder 3).&nbsp; Beachten Sie, dass die Nachweiswahrscheinlichkeit mit der Anzahl der beprobten St&auml;lle geometrisch steigt.&nbsp; Daten von Rotolo et al., (2017).

Abbildung 1:  PRRSV-Nachweis mit fester räumlicher Probenahme.  Wahrscheinlichkeit des Nachweises von ≥ 1 PRRSV-positiven Proben in Abhängigkeit der Anzahl der pro Stall (2 oder 4) getesteten oralen Flüssigkeiten und der Anzahl der Ställe pro Betrieb (1 oder 3).  Beachten Sie, dass die Nachweiswahrscheinlichkeit mit der Anzahl der beprobten Ställe geometrisch steigt.  Daten von Rotolo et al., (2017).

Überwachungsprogramme :

  1. Wie viele Proben müssen entnommen werden und wie oft? Jeder muss mit einem bestimmten Budget auskommen. Dennoch werden selbst einige wenige Proben (2 bis 4), die in jedem Stall (oder Raum) in festgelegten Abständen (alle 2 bis 4 Wochen) entnommen werden, in Kombination mit der Betriebsproduktivität aussagekräftige Informationen zur Krankengeschichte des Betriebs liefern (Abb. 1).
  2. Richten Sie sich bei der Auswertung von Überwachungsdaten nach einem Plan. Eine gute Option sind statistische Prozesssteuerungsdiagramme.
  3. Führen Sie in einem Stall „feste räumliche Probenahmen“ durch, um die Nachweiswahrscheinlichkeit zu maximieren. Eine Erläuterung der „festen räumlichen Probenahme“ in einem Stall oder einem Betrieb ist online verfügbar:
    1. Probenahme oraler Flüssigkeiten auf Englisch
    2. Probenahme oraler Flüssigkeiten auf Spanisch
  4. Rechnen Sie mit Überraschungen. Verfügen Sie über einen Plan zur Überprüfung oder Widerlegung unerwarteter Ergebnisse, z. B. das erneute Testen in Doppeltests, die erneute Probenahme oder das Testen mit einem anderen Testverfahren.
  5. Berücksichtigen Sie die natürliche Entwicklung der Krankheiten, um einen Plan aufzustellen. Nukleinsäuretests werden ein frühes Vorhandensein des Virus erkennen, während Antikörpertests die daraus resultierende ausgedehnte Immunantwort nachweisen. Beide Methoden funktionieren zur Überwachung besser zusammen, um z. B. Tiere aus der Quarantäne zu entlassen.

Weitere Überlegungen:

  1. Zebras und Pferde ... Dinge, die ähnlich erscheinen, können anders sein. Proben, die oralen Flüssigkeiten ähneln, z. B. Wangen- oder Nasenabstriche, bieten möglicherweise nicht die gleiche Nachweisrate. Beispiele für das Influenza-A-Virus, das Maul- und Klauenseuche-Virus, das Senecavirus A und PRRSV sind in Tabelle 1 aufgeführt.
  2. Fassen Sie Proben oraler Flüssigkeit nicht zusammen (kein Proben-Pooling) und geben Sie das Seil nicht von Bucht zu Bucht weiter. Anstatt den Nachweis zu verbessern, können diese Prozesse zu falsch negativen Testergebnissen führen.
  3. Vermeiden Sie Frost-Tau-Wechsel und/oder extreme Temperaturschwankungen. Antikörper in oraler Flüssigkeit vertragen mehrere Frost-Tau-Zyklen, aber Nukleinsäuren tun dies nicht. Teilen Sie, wenn mehrere Tests von einer Probe erforderlich sind, die Proben am besten in mehrere aliquoteTeile auf und verwenden Sie dann ein Aliquot pro Test. Lagern Sie im Betrieb keine Proben in selbst-entfrostenden Gefrierschränken, da der Abtauzyklus die Nukleinsäuren beschädigen kann. Im Labor hat sich herausgestellt, dass das Auftauen oraler Flüssigkeitsproben bei 4 °C (nicht Raumtemperatur) den Nachweis von PRRSV-RNA optimiert (Weiser et al., 2018).

Tabelle 1. Vergleich des Nukleinsäurenachweises in oralen Flüssigkeiten vs. Wangen- oder Nasenabstrichen einzelner Schweine.

Krankheits-erreger Probe Nachweisrate (%) am Tag nach Infektion (DPI)
1 2 3 4 5 6 8 10 12 15
Influenza-A-virusa Orale Flüssig-keiten 100 100 75 25 38 29 29 17 0 0
Abstriche 100 100 100 75 13 0 0 0 0 0
MKSVa Orale Flüssig-keiten 75 100 100 100 100 75 kD kD 100 kD
Abstriche 4 33 61 100 89 50 kD kD 25 kD
SVAa Orale Flüssig-keiten kD 67 kD 100 kD 100 100 100 kD 100
Abstriche kD 92 kD 100 kD 75 67 75 kD 8
PRRSVa Orale Flüssig-keiten 0 20 60 80 100 100 100 80 100 20
Abstriche 0 0 0 40 20 60 0 20 20 20

kD = keine Daten

a Positivitätsrate (Mittelwert) geschätzt für buchtbezogene orale Flüssigkeiten und Wangenabstriche einzelner Tiere. Daten von Hole et al., (2019); Pepin et al., (2015), Romagosa et al., (2012), Senthilkumaran et al., (2017).

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